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GRUPO DE INTERES DE ANDROLOGIA: BIOPSIA TESTICULAR

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Dorado M.1,8, López-Granollers G.2,8, Bataller J.3,8, Domingo A.4,8, Munuera A.5,8, García-Mengual E.6,8, Girela JL7,8,*.

1Ginemed, Huelva. 2CIRH, Barcelona. 3CREA, Valencia. 4Fertility Madrid, Madrid. 5Institut Marqués, Barcelona. 6Sistemas Genómicos, Valencia. 7Universidad de Alicante, Alicante. 8Grupo de Interés en Andrología de ASEBIR.

 * Autor de correspondencia: José Luis Girela, girela@ua.es.

 

Publicado en la revista 24 de julio de 2019.

Los testículos son la gónada masculina donde se desarrollan los espermatozoides. Una vez producidos, estos deben madurar en su tránsito por el epidídimo, donde son almacenados hasta que se produce la eyaculación. En ocasiones, en el eyaculado no encontramos espermatozoides, situación denominada azoospermia. La azoospermia puede ser fruto de una obstrucción de las vías espermáticas o deberse a un bloqueo parcial o total de la espermatogénesis. En estas situaciones se hace necesario acceder al testículo para confirmar la causa de la azoospermia, o bien tratar de obtener espermatozoides tanto del testículo como del epidídimo. Para ello existen diferentes técnicas quirúrgicas que son descritas en el presente trabajo.  Además de los casos de azoospermia, existe un debate abierto sobre la posible indicación de las técnicas de biopsia embrionaria en varones que presentan altas tasas de fragmentación del DNA espermático, por lo que realizamos una revisión al respecto con las principales evidencias científicas existentes.

INTRODUCCIÓN

Los espermatozoides, las células germinales masculinas, se desarrollanen los túbulos seminíferos de los testículos a lo largo de la vida del varón, desde la pubertad hasta la edad adulta. El proceso completo de desarrollo de estas células germinales se denomina espermatogénesis y puede subdividirse en cuatro etapas: espermatogoniogénesis, meiosis, espermiogénesis y espermiación. Posteriormente los espermatozoides acaban de madurar en su tránsito por el epidídimo para ser finalmente liberados junto con las secreciones de las glándulas accesorias en el momento de la eyaculación (1,2).

El estudio microscópico del eyaculado, que permite la evaluación del número, la forma y los patrones de motilidad de los espermatozoides,proporciona la primera información del éxito de la espermatogénesis (3).Fallos en la espermatogénesis, evidenciados por un reducido número deespermatozoides, formas anormales predominantes o una baja e ineficiente motilidad, pueden ser la causa de problemas de fertilidad en el varón (4,5). No obstante, existen ciertas limitaciones de los actuales análisis de semen, a la hora de valorar el potencial fértil del varón (6,7). Una situación extrema se produce cuando en ocasiones, la ausencia de espermatozoides en el eyaculado, denominada azoospermia, no es una prueba definitiva de la ausencia de espermatogénesis en los testículos. Este sería el caso de las denominadas Azoospermias Obstructivas (OA), donde se mantiene la espermatogénesis en los testículos pero, por alguna razón, estos no pueden salir en la eyaculación (8). Esta misma situación se produce en los varones sometidos a vasectomía. En estos casos, la alternativa es tratar de obtener los espermatozoides directamente del testículo o del epidídimo. Además, en aquellos casos en los que no hay una obstrucción de las vías deferentes, sino que se está produciendo un bloqueo total o parcial de la espermatogénesis, y que denominamos Azoospermia No Obstructiva (NOA). En estos casos, mediante técnicas de biopsia testicular, existe una cierta probabilidad de encontrar algún espermatozoide que podría utilizarse en las técnicas de reproducción asistida (TRA) (9). En cualquiera de las situaciones anteriores, existen diferentes técnicas que describiremos en el presente trabajo.

 

ORGANIZACIÓN DE LOS TESTÍCULOS:

Los testículos humanos son dos órganos con forma de elipsoides enrotación con un diámetro menor de 2,5cmy un diámetro mayor de 4 cm, rodeadosde una cápsula de tejido conectivo denso, la túnicaalbugínea(10,11). El parénquima testicular está dividido por una serie de tabiquesfibrosos incompletos en aproximadamente 250 compartimentos de formapiramidal denominados lobulillos testiculares(12). Estos lóbulos están constituidospor túbulos seminíferos y un tejido intertubular formado por células endocrinasde Leydig y elementos celulares adicionales. Los túbulos seminíferos son lazostubulares enrollados, y sus dos extremos se extienden formando una estructura tubular recta denominada tubulirecti(1). Estos túbulos rectos desembocan en unared anastomosada de túbulos denominado rete de testis(13). De la rete de testis parten entre 6 y 15 conductos eferentes,caracterizados por presentar un epitelio ciliado (14). Estos se unen acontinuación para formar el conducto del epidídimo. Este conducto estáaltamente enrollado, formando la estructura del epidídimo, que se puede dividiren cabeza, cuerpo y cola (15). En su polo distal, la cola delepidídimo da lugar al conducto deferente o vas deferens.

 

ESTRUCTURA DE LOS TÚBULOS SEMINÍFEROS:

Los túbulos seminíferos están revestidos por el epitelio germinal y el tejido peritubular, la lámina propia (16). El diámetro medio de los túbulos seminíferos es de 180 μm, el grosor del epitelio germinal es de 80 μm y el grosor de la láminapropriaes de 8 μm. El epitelio germinal está formado por células de la serie espermática en diferentes etapas de su desarrollo (espermatogonias, espermatocitos primarios y secundarios, espermátides), y por las células de sostén denominadas células de Sertoli(17). Las células germinales se encuentran localizadas dentro de invaginaciones de las células de Sertoli.

Las células de Sertoli, de morfología prismática, están conectadas entre sí por zonas especializadas de la membrana plasmática mediante uniones estrechas o tightjunctions(18), separando el epitelio germinal en un compartimento basal y otro adluminal. Estas zonas especializadas, las denominadas uniones estrechas o tightjunctions, forman la barrera hematotesticular de los testículos. Durante su maduración, las células germinales pasan esta barrera hemato-testicular, entrando en el compartimento adluminal, donde están protegidas de la difusión de sustancias extrañas y quedan aisladas del sistema inmune(19).

Las células de Sertoli, estudiadas en secciones histológicas, presentan un aumento de gotas lipídicas en relación con el envejecimiento, siendo un indicador del reloj biológico de los testículos (17). Entre las funciones atribuidas a las células de Sertoli encontramos las siguientes (20):

  1. Sostén y funciones de nutrición de las células germinales.
  2. Control de la expulsión de espermatides maduras al lumen tubular (espermiación).
  3. Producción de sustancias paracrinas y endocrinas de regulación de la espermatogénesis.
  4. Secreción de la proteína de unión de andrógenos, androgenbindingprotein (ABP), para el mantenimiento del epitelio de los conductos de excreción.
  5. Interacción con las células intertubulares de Leydig.

 

El tejido peritubular, la laminapropria, consiste en unas cinco capas de miofibroblastos mezcladas con sustancia fundamental de tejido conectivo. Los miofibroblastos crean contracciones peristálticas en los túbulos seminíferos que permiten el transporte de los espermatozoides inmóviles hacia la rete testis(16,17).

En un mismo túbulo seminífero podemos encontrar a las células germinales en diferentes estadios de desarrollo (21). Son asociaciones específicas de células germinales derivadas de relaciones topográficas particulares de las células germinales en desarrollo y proliferación. En concreto, en los testículos humanos podemos distinguir 6 estadios(22,23). En cortes transversales de los túbulos seminíferos humanos y de primates superiores podemos encontrar varios estadios de la espermatogénesis en una misma sección del túbulo, mientras que en otros mamíferos inferiores como los roedores aparece un único estadio (24).

 

TÉCNICAS QUIRURGICAS DE OBTENCIÓN DE ESPERMATOZOIDES:

La biopsia testicular supone un conjunto de técnicas quirúrgicas que se emplea tanto con fines terapéuticos como diagnósticos.Existen diferentes técnicas que permiten el estudio y la obtención de espermatozoides desde el testículo o el epidídimo.

En el caso de que nos enfrentemos a una azoospermia obstructiva (OA), lo habitual será tratar de obtener espermatozoides desde el epidídimo, con el fin de procesarlos para poder ser utilizados en TRA, aunque también será posible la obtención de espermatozoides desde el testículo. Por su parte, ante situaciones de azoospermia no obstructiva (NOA), la indicación suele ser acudir directamente al testículo, a fin de completar el diagnóstico, es decir confirmar la ausencia de espermatogénesis o el estadio de esta en el que se encuentra bloqueada, o tratar de obtener algún espermatozoide que pueda ser utilizado en TRA.

Desde la aparición del ICSI, la biopsia testicular se practica de manera rutinaria en varones con azoospermia, así como en varones vasectomizados. Aproximadamente en el 50-60% de los varones con azoospermia no-obstructiva y en el 100% de varones con azoospermia obstructiva, se logra la recuperación de espermatozoides del testículo para ser utilizados en una posterior ICSI(25).

Es importante conocer la existencia de diferentes técnicas, ya que, dependiendo de las características del paciente, se debe seleccionar aquella técnica que sea más efectiva produciendo las menores molestias o complicaciones posteriores. En la mayoría de los casos se trata de técnicas ambulatorias con anestesia local, aunque en algunas situaciones puede ser necesaria anestesia general. La tabla I muestra un resumen de las principales técnicas de obtención de espermatozoides.

 

Técnicas para la obtención de espermatozoides del epidídimo:

Las indicaciones de la aspiración de espermatozoides del epidídimo suelen ser procesos obstructivos que se presentan con azoospermia. Estos procesos incluirían laagenesia bilateral del conducto deferente, las obstrucciones sufridas por pacientes con fibrosis quística, varones post-vasectomía, obstrucción de los conductos deferentesy otras alteraciones como la ausencia de eyaculación en los pacientes con lesiones medulares.

 

  • MESA:En esta técnica, denominada por el acrónimo en inglés de MicrosurgicalEpididymalSpermAspiration, fue la primera técnica de obtención de espermatozoides utilizada en reproducción asistida (26).Consiste en exponer quirúrgicamente el epidídimo para posteriormente proceder a seleccionar un túbulo epididimario en el que aspirar su contenido en busca de espermatozoides. La técnica de MESA se realiza normalmente bajo anestesia epidural y consiste en hacer una incisión longitudinal en el escroto de unos 2,5 cm de longitud hasta llegar a la túnica vaginal. Una vez que se expone el epidídimo, utilizando una magnificación de 6-40x con un microscopio de quirófano, se selecciona un túbulo epididimario del caput, se abre longitudinalmente el túbulo y el líquido resultante se recoge con una jeringa de tuberculina, que contiene unos 100 μl de medio de cultivo para evitar que se seque la muestra obtenida del epidídimo. La muestra se observa para determinar si hay espermatozoides y si hay que seguir aspirando o bien hay que ir a otro túbulo epididimario. A veces hay que aspirar de los tubos eferentes (que unen la rete testis con el epidídimo). La visualización microquirúrgica del epidídimo permite una aspiración más precisa, minimizando el daño testicular. El inconveniente de esta técnica es que requiere de un equipo de microcirugía adecuado, así como de andrólogos especializados en este tipo de técnica.

 

 

  • PESA: Esta técnica conocida por el acrónimo en inglés de PercutaneousEpididymalSpermAspiration, consiste en la introducción de una aguja en el epidídimo con el fin de aspirar el líquido contenido en su interior y que contendría los espermatozoides. Fue introducida por Craft en 1994 como alternativa a la técnica de MESA (27). En esta técnica se hace una sedación simple, en la que el paciente está consciente, y/o un bloqueo anestésico del cordón espermático. Con una mano se inmoviliza el testículo mientras que se aspira con una aguja de entre 21-23G, conectada a una jeringa de 20 ml insertada a través del escroto directamente dentro del caput proximal del epidídimo. Dado que hay que crear presión negativa, se necesita de un asistente para aspirar con la jeringa. Una vez que se obtiene fluido epididimario, se examina al microscopio para ver si hay espermatozoides móviles. El líquido epididimario puede contener desde miles de espermatozoides hasta unos 200 millones.Si no se obtienen espermatozoides en una primera observación, se repite la operación puncionando en otra zona. Dado que es una técnica que se realiza “a ciegas”, requiere varios intentos hasta obtener un número adecuado de espermatozoides.Es una técnica sencilla y rápida que no requiere de cirugía abierta y puede ser repetida en varias ocasiones con buenos resultados. El inconveniente es que al tratarse de una cirugía guiada mediante palpación no es tan precisa como una cirugía abierta y existe riesgo de puncionar un vaso sanguíneo, contaminando así la muestra de hematíes.

 

 

  • OFNA: Se trata de una aspiración abiertadefinida por el acrónimo en inglés deOpen Fine NeedleAspiration.Mediante esta técnica, el epidídimo queda expuesto tras realizar una incisión en el escroto, y el conducto es directamente puncionado a través de la túnica utilizando una aguja de 26G, sin necesidad de disección. El fluido epididimario es aspirado desde el conducto, obteniendo así una buena recuperación espermática. Dado que este método no requiere disección microquirúrgica ni suturas, es rápido y no precisa de equipamiento o personal especializados, además, puede ser practicado bajo anestesia local.

 

 

Técnicas para la obtención de espermatozoides del testículo:

En casos de azoospermia no obstructiva, como serían el bloqueo madurativo, la hipoespermatogénesis severa, el síndrome de Solo Células de Sertoli, así como obstrucciones de la rete de testis, ausencia de espermatozoides en el epidídimo o agenesia de este, entre otros, la técnica indicada sería la obtención de espermatozoides directamente del testículo.

 

  • TESA: esta técnica recibe su nombre del inglés Testicular SpermAspiration, y fue introducida en 1995 por Bourne(28).Consiste en realizar una aspiración mediante una aguja percutánea de unos 18 o 22 G directamente en el testículo, a fin de obtener una porción de túbulo seminífero donde buscar espermatozoides. Se realiza bajo anestesia local o general, se punciona el testículo con una aguja al tiempo que se realiza una succión para obtener el fluido testicular. En ocasiones se puede utilizar ecografía Doppler a fin de tratar de evitar vasos sanguíneos en la zona de punción.Es una técnica que no requiere equipo o personal especializado. El inconveniente es que, al tratarse de un procedimiento “a ciegas”, puede provocar la punción de un vaso de la túnica y causar un hematocele, además, el hecho de pasar la aguja de aspiración en varias direcciones puede provocar sangrado intra-testicular y causar lesiones testiculares que dificultarán la recuperación de espermatozoides en futuras aspiraciones.
  • Este tipo de aspiración puede ser útil en el diagnóstico de pequeñas lesiones testiculares y, para la obtención de espermatozoides para ICSI, especialmente en varones con azoospermia obstructiva,aunque se asocia a niveles de recuperación espermáticos más bajos en comparación con técnicas de biopsia abierta.

 

  • TEFNA: La técnica, cuyo nombre proviene del acrónimo en inglés deTesticular Fine NeedleAspiration, fue inicialmente concebida como técnica diagnóstica, aunque actualmente se utiliza para la obtención de espermatozoides tanto en OA como en NOA(29). El objetivo es el mismo que en TESA, siendo de hecho considerada una variante de esta, aunque produciendo menor daño en el tejido testicular, debido al uso de una aguja de 23 G unida a una jeringuilla de 10 ml con medio de cultivo y del tipo de movimiento que se realiza durante la aspiración. Los inconvenientes son los mismos que existen en TESA.

 

  • TESE:Se trata de una técnica quirúrgica abierta cuyo nombre es el acrónimo de TEsticularSpermExtraction, que fue introducida en 1995 por Silber(30). En este tipo de biopsia se practica una incisión escrotal de unos 2-3 cm., suficiente para dejar expuesta la túnica albugínea del testículo. Posteriormente, se realiza una pequeña incisión en la cápsula del testículo de unos 0.5cm. para obtener una biopsia del tejido testicular de unos 3x3x3 mm. Ambas incisiones son cerradas posteriormente mediante suturas absorbibles. Al realizarse la incisión, pueden dañarse los vasos testiculares.
  • A pesar de ser el método de obtención más común y efectivo tanto en pacientes con azoospermia obstructiva como no-obstructiva, es ineficaz en varones con espermatogénesis muy localizadas.

 

  • Micro-TESE:Esta técnica denominada a partir del término inglés MicrodissectionTEsticularSpermExtraction,es una evolución de TESE facilitada por la introducción del microscopio quirúrgico. Fue descrita inicialmente por Schlegel en 1998 (31). Consiste en realizar una larga incisión en la túnica para exponer el parénquima testicular. De este modo se pueden separar y analizar los túbulos seminíferos bajo el microscopio quirúrgico, diferenciando fácilmente los túbulos “sanos” en los que será más probable encontrar espermatozoides. Estos túbulos serán biopsiados y examinados en busca de espermatozoides. La túnica será posteriormente suturada.Este tipo de biopsia requiere habilidades de microcirugía y se realiza habitualmente bajo anestesia general.
  • Esta técnica parece tener los mejores resultados de recuperación espermática y está especialmente indicada en pacientes con espermatogénesis muy localizadas. El inconveniente de esta técnica es que la incisión practicada en la túnica y la disección del tejido testicular pueden causar devascularización y fibrosis en el testículo.

 

Complicaciones:

Por lo general, la biopsia testicular no suele presentar alto grado de complicaciones más allá de sangrados, hematomas o infecciones locales. Aunque la principal preocupación es el daño testicular que puede ocasionar la obtención exhaustiva de muestras, que podría dar lugar a áreas testiculares hipoecogénicas y calcificaciones. Incluso puede llegar a provocar daños fisiológicos que se manifiestan en caídas de los niveles de testosterona, dificultando la recuperación de espermatozoides testiculares en intentos posteriores.

El método de recuperación ideal será aquel que obtenga un número adecuado de espermatozoides causando el menor trauma testicular posible y, por tanto, el menor coste e inconveniente para el paciente. Así pues, el método de elección debería ir orientado a cada paciente en particular, en vez de aplicar el mismo método para todos los pacientes.

 

LA BIOPSIA TESTICULAR EN CASOS DE ALTA FRAGMENTACIÓN DEL DNA ESPERMÁTICO:

Como hemos visto hasta ahora, la biopsia testicular está fundamentalmente indicada en casos de azoospermia, tanto de tipo obstructiva como no obstructiva. Sin embrago, en los últimos años se ha suscitado un debate acerca de la posibilodad de utilizar espermatozoides testiculares en aquellos pacientes que presentan una alta fragmentación del DNA.

Se ha observado que el daño del DNA del esperma es más común en pacientes infértiles que en fértiles y que la integridad del DNA es importante para el desarrollo normal del embrión (32,33) . El daño del DNA del esperma también es importante porque la información genética que se transmite a la siguiente generación depende de la integridad del DNA del esperma (34,35).

Se ha observado que los espermatozoides con DNA fragmentado pueden fertilizar un óvulo con aparentemente la misma eficacia que los espermatozoides sin fragmentación, pero afecta negativamente a la calidad del embrión al comprometer la integridad del genoma embrionario (36–38), además de aumentar las tasas de aborto espontáneo(39,40). También se estima que está asociada con un mayor riesgo de defectos de nacimiento en la descendencia (32).

Actualmente se utilizan varias estrategias para intentar reducir la fragmentación de DNA espermático en parejas sometidas a TRA: reparación del varicocele (41), la ingesta de antioxidantes por vía oral (42,43), uso de períodos cortos de abstinencia eyaculatoria(44), las eyaculaciones recurrentes antes de la fertilización (45,46), las técnicas de selección de espermatozoides (MACS)(47,48), e inyección de espermatozoides morfológicamente seleccionados (IMSI)(49–51).

Entre las técnicas de selección de espermatozoides, se ha recomendado el uso de espermatozoides testiculares para ICSI en lugar de espermatozoides eyaculados en varones con fragmentación elevada (52).

La fragmentación del DNA inducida post-testicular se produce principalmente por especies reactivas de oxígeno (ROS) durante el transporte de espermatozoides a través de los túbulos seminíferos y el epídimo. Este daño potencial podría evitarse o, al menos, disminuirse al evitar el epidídimo y usar esperma testicular (53).

Del mismo modo, la fertilización de un ovocito por espermatozoides testiculares aumentaría las posibilidades de crear un genoma embrionario normal que a la larga aumentará la probabilidad de embarazo y de nacidos vivos (54).

El primer estudio que propuso el uso de espermatozoides testiculares como alternativa al esperma eyaculado en varones con fertilidad comprometida por el daño del DNA del esperma se publicó en 2005 (55). Los autores evaluaron 18 parejas que tenían al menos dos ICSI fallidas anteriores con espermatozoides eyaculados y cuya evaluación seminal mostró ≥15% de fragmentación por TUNEL(Terminal deoxynucleotidyl transferase mediated dutp nick end labeling). Se realizaron biopsias testiculares y se cuantificó la fragmentación de estas. Se analizaron doscientos espermatozoides en eyaculado y en muestras testiculares del mismo día. Pero las ICSI se realizaron con esperma testicular. Las tasas medias ± SD de fragmentación en espermatozoides testiculares y espermatozoides eyaculados fueron de 4.8 ± 3.6% y 23.6 ± 5.1%, respectivamente (p<0.001). No hubo diferencias significativas en las tasas de fecundación y división, y tampocoen la proporción de embriones con buena morfología cuando se compararon el primer y segundo intento de ICSI. Se obtuvieron ocho embarazos clínicos sin ningún aborto utilizando espermatozoides testiculares frente a un solo embarazo con espermatozoides de eyaculado que finalmente abortó.

En 2010, dos estudios (53,56) compararon el daño del DNA en espermatozoides eyaculados y testiculares. Moskovtsev et al. evaluaron a 12 varones con elevada fragmentación del DNA que no remitió a pesar del uso de  antioxidantes orales durante 3 meses. Compararon los niveles de fragmentación de DNA por TUNEL en el esperma testicular obtenido por TESE con el de los espermatozoides eyaculados recolectados el día de la ICSI. Las tasas de fragmentación en espermatozoides eyaculados fueron tres veces más altas que las de espermatozoides testiculares (39,7 ± 14,8 frente a 13,3 ± 7,3, p <0,001) [51].

En un estudio comparativo prospectivo reciente que evaluó una cohorte más grande de 172 varones infértiles con fragmentación alta sometidos por primera vez a ICSI, Esteves et al. (54) compararon los resultados del tratamiento entre espermatozoides eyaculados y testiculares. Las tasas de fragmentación en estos varones fueron cinco veces más elevadas en el semen (40.7 ± 9.9%) que en los testículos (8.3 ± 5.3%; P <0.001).

La evidencia disponible que favorece el uso de espermatozoides testiculares para ICSI en casos con fragmentación alta todavía es limitada. La mayoría de los estudios han evaluado una pequeña cohorte de hombres (53,55–57).

Es importante reconocer que el esperma testicular no siempre puede resolver el problema de la fragmentación del DNA espermático (SDF, Sperm DNA fragme ntation). Es bien sabido que el daño del DNAespermático también puede ocurrir en el epitelio de los túbulos seminíferos por apoptosis o puede deberse a defectos en la remodelación de la cromatina durante la espermiogénesis (53).

Su aplicación solo debe justificarse después de un examen cuidadoso de los beneficios y riesgos, y debe reservarse para varones seleccionados que han fallado tratamientos menos invasivos para las causas conocidas y desconocidas del daño del DNA del esperma.

Por ejemplo, la literatura disponible no respalda el uso de espermatozoides testiculares en lugar de eyaculados en varones con crioptozoospermia sometidos a ICSI (58).

La evidencia existente, aunque limitada, indica que el uso de espermatozoides de testículo puede superar la infertilidad relacionada con la fragmentación elevada, pero se necesita más investigación para confirmar estos hallazgos iniciales.

En un estudio reciente, se sugirió que las tasas de nacidos vivos eran más altas en parejas cuyos varones habían sido sometidos a ICSI con esperma testicular (49.8%) que otras técnicas de selección de laboratorio, como IMSI (28.7%) y PICSI (38.3%). Las peores tasas de nacidos vivos se observaron cuando no se había realizado ninguna intervención para deseleccionar espermatozoides con alta fragmentación(24,2%) en comparación con espermatozoides testiculares (49,8%; P = 0,020) (59).

Por otro lado, Se ha demostrado que las tasas de aneuploidía fueron mayores en el esperma testicular obtenido de varones con azoospermia no obstructiva en comparación con el espermatozoide epididimario y el espermatozoide eyaculado (60,61).

Si bien los espermatozoides testiculares parecen ser favorables para ICSI en términos de menor daño al DNA, esta ventaja potencial podría compensarse con las tasas más altas de aneuploidía en los espermatozoides testiculares (62).En un estudio, Moskovtsev et al. compararon las tasas de aneuploidía en los niveles testicular y post-testicular en los mismos pacientes con fragmentación persistentemente alta a pesar de la terapia antioxidante oral previa de 3 meses. Aunque las tasas de fragmentación fueron casi tres veces más bajas en el espermatozoide testicular (40.6 ± 14.8% vs. 14.9 ± 5.0%, P <0.05), se observaron tasas más altas de aneuploidía para los cromosomas 18, 21, X e Y en los espermatozoides testiculares (63). No obstante, estos hallazgos aún no se han confirmado en series más grandes que incluyan varones con oligozoospermia y parámetros de semen normal.

Parece que la evidencia indica que la fragmentación del DNA espermático está asociada con resultados más pobres. El uso de espermatozoides testiculares para ICSI debido a la mejora en las tasas de nacidos vivos en varones con fragmentación alta, definida por la presencia de > 30% de espermatozoides con DNA fragmentado en el semen de eyaculado. Esto se relaciona con el hecho de que se evita la exposición post-testicular de los espermatozoides al daño oxidativo del DNA en el epidídimo. Dada la limitada evidencia a favor del uso de espermatozoides de testículo y los riesgos potenciales asociados con la recuperación de esperma, el método debe reservarse para varones seleccionados en los que han fracasado tratamientos menos invasivos por causas conocidas y desconocidas de daño en el DNA del esperma.

 

 

Tabla I. Principales técnicas quirúrgicas de obtención de espermatozoides.

 

Técnicas de obtención de espermatozoides del epidídimo
 

MESA

 

MicrosurgicalEpididymalSpermAspiration

 
PESA PercutaneousEpididymalSpermAspiration

 
OFNA Open Fine NeedleAspiration

 
Técnicas de obtención de espermatozoides del testículo
 

TESA

  

Testicular SpermAspiration

 
TEFNA Testicular Fine NeedleAspiration

 
TESE TEsticularSpermExtraction

 
Micro-TESE MicrodissectionTEsticularSpermExtraction

 

Referencias

1. Neto FTL, Bach PV, Najari BB, Li PS, Goldstein M. Spermatogenesis in humans and its affecting factors. Semin Cell Dev Biol 2016;59:10–26.
2. França LR, Avelar GF, Almeida FFL. Spermatogenesis and sperm transit through the epididymis in mammals with emphasis on pigs. Theriogenology 2005;63(2):300–18.
3. Cooper TG, Noonan E, von Eckardstein S, Auger J, Baker HWG, Behre HM, et al. World Health Organization reference values for human semen characteristics. Hum Reprod Update 2010;16(3):231–45.
4. Baker K, Li J, Sabanegh E. Analysis of semen parameters in male referrals: impact of reference limits, stratification by fertility categories, predictors of change, and comparison of normal semen parameters in subfertile couples. Fertil Steril 2015;103(1):59-65.e5.
5. Slama R, Eustache F, Ducot B, Jensen TK, Jorgensen N, Horte A, et al. Time to pregnancy and semen parameters: a cross-sectional study among fertile couples from four European cities. Hum Reprod 2002;17(2):503–15.
6. Oehninger S, Ombelet W. Limits of current male fertility testing. Fertil Steril 2019;111(5):835–41.
7. Wang C, Swerdloff RS. Limitations of semen analysis as a test of male fertility and anticipated needs from newer tests. Fertil Steril 2014;102(6):1502–7.
8. The management of obstructive azoospermia: a committee opinion. Fertil Steril 2019;111(5):873–80.
9. Management of nonobstructive azoospermia: a committee opinion. Fertil Steril 2018;110(7):1239–45.
10. Middendorff R, Müller D, Mewe M, Mukhopadhyay AK, Holstein AF, Davidoff MS. The tunica albuginea of the human testis is characterized by complex contraction and relaxation activities regulated by cyclic GMP. J Clin Endocrinol Metab 2002;87(7):3486–99.
11. Ellis H, Mahadevan V. Scrotum, testis and epididymis. Surg 2014;32:e9–16.
12. Kerr J, Loveland K, Obryan M, Dekretser D. Cytology of the Testis and Intrinsic Control Mechanisms [Internet]. In: Knobil and Neill’s Physiology of Reproduction. Elsevier; 2006. p. 827–947.
13. Roosen-Runge EC, Holstein AF. The human rete testis. Cell Tissue Res 1978;189(3):409–33.
14. Ilio KY, Hess REXA. Structure and Function of the Ductuli Efferentes : A Review. 1994;467:432–67.
15. Hendry W. Testicular, epididymal and vasal injuries. BJU Int 2000;86:344–8.
16. Davidoff MS, Breucker H, Holstein AF, Seidl K. Cellular architecture of the lamina propria of human seminiferous tubules. Cell Tissue Res 1990;262(2):253–61.
17. Holstein A-F, Schulze W, Davidoff M. Understanding spermatogenesis is a prerequisite for treatment. Reprod Biol Endocrinol 2003;1:107.
18. Lui W, Mruk DD, Lee WM, Cheng CYAN. Adherens Junction Dynamics in the Testis and Spermatogenesis. J Androl 2003;24(1).
19. Stanton PG. Regulation of the blood-testis barrier. Semin Cell Dev Biol 2016;59:166–73.
20. Griswold MD. Interactions between germ cells and Sertoli cells in the testis. Biol Reprod 1995;52(2):211–6.
21. Schulze W, Rehder U. Organization and morphogenesis of the human seminiferous epithelium. Cell Tissue Res 1984;237(3):395–407.
22. Clermont Y. The cycle of the seminiferous epithelium in man. Am J Anat 1963;112(1):35–51.
23. Nihi F, Gomes MLM, Carvalho FAR, Reis AB, Martello R, Melo RCN, et al. Revisiting the human seminiferous epithelium cycle. Hum Reprod 2017;32(6):1170–82.
24. Luetjens CM, Weinbauer GF, Wistuba J. Primate spermatogenesis: new insights into comparative testicular organisation, spermatogenic efficiency and endocrine control. Biol Rev Camb Philos Soc 2005;80(3):475–88.
25. Tüttelmann F, Werny F, Cooper TG, Kliesch S, Simoni M, Nieschlag E. Clinical experience with azoospermia: aetiology and chances for spermatozoa detection upon biopsy. Int J Androl 2011;34(4pt1):291–8.
26. Temple-Smith PD, Southwick GJ, Yates CA, Trounson AO, de Kretser DM. Human pregnancy by in vitro fertilization (IVF) using sperm aspirated from the epididymis. J In Vitro Fert Embryo Transf 1985;2(3):119–22.
27. Shrivastav P, Nadkarni P, Wensvoort S, Craft I. Percutaneous epididymal sperm aspiration for obstructive azoospermia. Hum Reprod 1994;9(11):2058–61.
28. Bourne H, Watkins W, Speirs A, Baker HW. Pregnancies after intracytoplasmic injection of sperm collected by fine needle biopsy of the testis. Fertil Steril 1995;64(2):433–6.
29. Friedler S, Raziel A, Strassburger D, Soffer Y, Komarovsky D, Ron-El R. Testicular sperm retrieval by percutaneous fine needle sperm aspiration compared with testicular sperm extraction by open biopsy in men with non-obstructive azoospermia. Hum Reprod 1997;12(7):1488–93.
30. Devroey P, Liu J, Nagy Z, Goossens A, Tournaye H, Camus M, et al. Pregnancies after testicular sperm extraction and intracytoplasmic sperm injection in non-obstructive azoospermia. Hum Reprod 1995;10(6):1457–60.
31. Schlegel PN. Testicular sperm extraction: microdissection improves sperm yield with minimal tissue excision. Hum Reprod 1999;14(1):131–5.
32. Lewis SEM, John Aitken R, Conner SJ, Iuliis G De, Evenson DP, Henkel R, et al. The impact of sperm DNA damage in assisted conception and beyond: recent advances in diagnosis and treatment. Reprod Biomed Online 2013;27(4):325–37.
33. Esteves SC, Gosálvez J, López-Fernández C, Núñez-Calonge R, Caballero P, Agarwal A, et al. Diagnostic accuracy of sperm DNA degradation index (DDSi) as a potential noninvasive biomarker to identify men with varicocele-associated infertility. Int Urol Nephrol 2015;47(9):1471–7.
34. Lewis SEM. Should sperm DNA fragmentation testing be included in the male infertility work-up? Reprod Biomed Online 2015;31(2):134–7.
35. Gosálvez J, López-Fernández C, Fernández J, Esteves S, Johnston S. Unpacking the mysteries of sperm DNA fragmentation. J Reprod Biotechnol Fertil 2015;4:205891581559445.
36. Aitken RJ, Krausz C. Oxidative stress, DNA damage and the Y chromosome. Reproduction 2001;122(4):497–506.
37. Seli E, Gardner DK, Schoolcraft WB, Moffatt O, Sakkas D. Extent of nuclear DNA damage in ejaculated spermatozoa impacts on blastocyst development after in vitro fertilization. Fertil Steril 2004;82(2):378–83.
38. Lewis SEM, Aitken RJ. DNA damage to spermatozoa has impacts on fertilization and pregnancy. Cell Tissue Res 2005;322(1):33–41.
39. Zini A, Boman JM, Belzile E, Ciampi A. Sperm DNA damage is associated with an increased risk of pregnancy loss after IVF and ICSI: systematic review and meta-analysis. Hum Reprod 2008;23(12):2663–8.
40. Robinson L, Gallos ID, Conner SJ, Rajkhowa M, Miller D, Lewis S, et al. The effect of sperm DNA fragmentation on miscarriage rates: a systematic review and meta-analysis. Hum Reprod 2012;27(10):2908–17.
41. Wang Y-J, Zhang R-Q, Lin Y-J, Zhang R-G, Zhang W-L. Relationship between varicocele and sperm DNA damage and the effect of varicocele repair: a meta-analysis. Reprod Biomed Online 2012;25(3):307–14.
42. Zini A, San Gabriel M, Baazeem A. Antioxidants and sperm DNA damage: a clinical perspective. J Assist Reprod Genet 2009;26(8):427–32.
43. Abad C, Amengual MJ, Gosálvez J, Coward K, Hannaoui N, Benet J, et al. Effects of oral antioxidant treatment upon the dynamics of human sperm DNA fragmentation and subpopulations of sperm with highly degraded DNA. Andrologia 2013;45(3):211–6.
44. Agarwal A, Gupta S, Du Plessis S, Sharma R, Esteves SC, Cirenza C, et al. Abstinence Time and Its Impact on Basic and Advanced Semen Parameters. Urology 2016;94:102–10.
45. Raziel A, Friedler S, Schachter M, Kaufman S, Omanski A, Soffer Y, et al. Influence of a short or long abstinence period on semen parameters in the ejaculate of patients with nonobstructive azoospermia.
46. Gosálvez J, González-Martínez M, López-Fernández C, Fernández JL, Sánchez-Martín P. Shorter abstinence decreases sperm deoxyribonucleic acid fragmentation in ejaculate. Fertil Steril 2011;96(5):1083–6.
47. Said TM, Grunewald S, Paasch U, Glander H-J, Baumann T, Kriegel C, et al. Advantage of combining magnetic cell separation with sperm preparation techniques. Reprod Biomed Online 2005;10(6):740–6.
48. Sharma R, Kattoor AJ, Ghulmiyyah J, Agarwal A. Effect of sperm storage and selection techniques on sperm parameters. Syst Biol Reprod Med 2015;61(1):1–12.
49. Antinori M, Licata E, Dani G, Cerusico F, Versaci C, d’Angelo D, et al. Intracytoplasmic morphologically selected sperm injection: a prospective randomized trial. Reprod Biomed Online 2008;16(6):835–41.
50. Cassuto NG, Hazout A, Bouret D, Balet R, Larue L, Benifla JL, et al. Low birth defects by deselecting abnormal spermatozoa before ICSI. Reprod Biomed Online 2014;28(1):47–53.
51. Gosálvez J, Migueles B, López-Fernández C, Sanchéz-Martín F, Sáchez-Martín P, Gosálvez J, et al. Single sperm selection and DNA fragmentation analysis: The case of MSOME/IMSI. Nat Sci 2013;05(07):7–14.
52. Esteves SC. Novel concepts in male factor infertility: clinical and laboratory perspectives. J Assist Reprod Genet 2016;33(10):1319–35.
53. Sakkas D, Alvarez JG. Sperm DNA fragmentation: mechanisms of origin, impact on reproductive outcome, and analysis. Fertil Steril 2010;93(4):1027–36.
54. Esteves SC, Sánchez-Martín F, Sánchez-Martín P, Schneider DT, Gosálvez J. Comparison of reproductive outcome in oligozoospermic men with high sperm DNA fragmentation undergoing intracytoplasmic sperm injection with ejaculated and testicular sperm. Fertil Steril 2015;104(6):1398–405.
55. Greco E, Scarselli F, Iacobelli M, Rienzi L, Ubaldi F, Ferrero S, et al. Efficient treatment of infertility due to sperm DNA damage by ICSI with testicular spermatozoa. Hum Reprod 2005;20(1):226–30.
56. Moskovtsev SI, Jarvi K, Mullen JBM, Cadesky KI, Hannam T, Lo KC. Testicular spermatozoa have statistically significantly lower DNA damage compared with ejaculated spermatozoa in patients with unsuccessful oral antioxidant treatment. Fertil Steril 2010;93(4):1142–6.
57. Mehta A, Bolyakov A, Schlegel PN, Paduch DA. Higher pregnancy rates using testicular sperm in men with severe oligospermia. Fertil Steril 2015;104(6):1382–7.
58. Abhyankar N, Kathrins M, Niederberger C. Use of testicular versus ejaculated sperm for intracytoplasmic sperm injection among men with cryptozoospermia: a meta-analysis. Fertil Steril 2016;105(6):1469-1475.e1.
59. Bradley CK, McArthur SJ, Gee AJ, Weiss KA, Schmidt U, Toogood L. Intervention improves assisted conception intracytoplasmic sperm injection outcomes for patients with high levels of sperm DNA fragmentation: a retrospective analysis. Andrology 2016;4(5):903–10.
60. Palermo GD, Colombero LT, Hariprashad JJ, Schlegel PN, Rosenwaks Z. Chromosome analysis of epididymal and testicular sperm in azoospermic patients undergoing ICSI. Hum Reprod 2002;17(3):570–5.
61. Mateizel I, Verheyen G, Van Assche E, Tournaye H, Liebaers I, Van Steirteghem A. FISH analysis of chromosome X, Y and 18 abnormalities in testicular sperm from azoospermic patients. Hum Reprod 2002;17(9):2249–57.
62. Egozcue J, Sarrate Z, Codina-Pascual M, Egozcue S, Oliver-Bonet M, Blanco J, et al. Meiotic abnormalities in infertile males. Cytogenet Genome Res 2005;111(3–4):337–42.
63. Moskovtsev SI, Alladin N, Lo KC, Jarvi K, Mullen JBM, Librach CL. A comparison of ejaculated and testicular spermatozoa aneuploidy rates in patients with high sperm DNA damage. Syst Biol Reprod Med 2012;58(3):142–8.

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